PCR仪反应类型中是用于核酸定量的的测定法，并且是分子生物学的大多数领域中的主要选择方法。虽然存在不同类型的QPCR定量，但确定扩增效率应该是建立qPCR测定时要做的首要任务，了解效率以及如何计算效率对于准确的数据解释至关重要。
理想地，靶序列的分子数应在每个复制周期期间加倍，对应于100％的扩增效率。同样如果复制分子的数量少于两倍，这是由于效率低于100％。效率较低的常见原因是糟糕的引物设计和非试剂浓度，或反应条件。二级结构，如二聚体和不适当的熔化温度，会影响引物模板退火，导致扩增不良，由于每个额外的稀释液含有适当较低的DNA起始量，因此在连续稀释的样品中Ct值之间存在差异。
扩增效率超过100％，其主要原因是聚合酶抑制。即使向试剂混合物中添加更多模板，Ct值也可能不会转移到更早的循环，这使效率曲线变平，导致斜率降低，放大效率超过100％。聚合酶的抑制剂包括样品中过量的DNA，RNA或残留物质。常见污染物包括肝素，血红蛋白，多糖，叶绿素，蛋白酶K，乙酸钠等。其他各种也可以从DNA，RNA分离步骤转移，如乙醇，和十二烷基硫酸钠。如果浓缩样品中存在抑制剂，则与不含抑制剂的样品相比，需要更多的循环来超过检测阈值，在更浓缩的样品中更可能发生抑制，并且改善曲线斜率的一种方法是通过稀释样品。
即使在起始试剂混合物中存在更多模板，由于抑制，Ct值也可能不会相应地移位，这使效率图变平，导致较低的斜率和超过100％的扩增效率。可以通过使用高度稀释的样品来避免这种假象。如果发生抑制，则在计算效率时应将浓缩样品排除在分析之外 。类似地，由于随机效应，在高变异性的情况下也应省略大多数稀释样品。
PRC仪在进行多次qPCR检测时，通过在qPCR之前用分光光度测量法分析DNA样品的纯度，可以容易地避免抑制。纯度测量为260和280nm处吸光度值的比率，其对应于核酸与其他分子的比率。如果DNA的纯度分数不高于1.8或RNA不高于2.0，则应纯化样品。也可以使用不同的样品制备方法。如果额外的纯化步骤不能解决问题，则样品可能难以使用。在这种情况下，可以考虑更好地耐受抑制剂的qPCR主混合物。
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